search
ruРусский
banner
Дом / Блог / Влияние сульфида на диазотрофный рост метаногена Methanococcus maripaludis и его значение для происхождения нитрогеназы
Блог
pageSearch
Последние новости

Влияние сульфида на диазотрофный рост метаногена Methanococcus maripaludis и его значение для происхождения нитрогеназы

Jul 18, 2023Jul 18, 2023

Биология связи, том 6, Номер статьи: 799 (2023) Цитировать эту статью

634 доступа

8 Альтметрика

Подробности о метриках

Метаногены обитают в эвксиновой (богатой сульфидами) или железистой (богатой железом) среде, которая способствует осаждению переходных металлов в виде сульфидов металлов, таких как пирит, что снижает доступность металлов или серы. Такие среды были обычным явлением на протяжении всей истории Земли, что ставит вопрос о том, как анаэробы получают (редактируют) эти элементы для синтеза кофакторов ферментов. Здесь мы показываем, что метаноген может синтезировать металлокофакторы нитрогеназы молибдена из пирита как источника железа и серы, обеспечивая фиксацию азота. Азотфиксирующие клетки, выращенные на пирите, растут быстрее и требуют в 25 раз меньше молибдена, чем клетки, выращенные в эвксинных условиях. Урожайность выращивания в культурах, выращенных в железистых условиях, в 3–8 раз выше, чем в эвксинных условиях. Физиологические, транскриптомные и геохимические данные показывают, что эти наблюдения обусловлены ограничением металлов, стимулируемых сульфидами, в частности молибдена. Эти результаты позволяют предположить, что молибденнитрогеназа могла возникнуть в железистой среде, которая титровала сульфид с образованием пирита, что способствовало доступности достаточного количества железа, серы и молибдена для биосинтеза кофакторов.

Азот (N) необходим для синтеза нуклеиновых кислот, аминокислот и других ключевых биомолекул во всех формах жизни. Крупнейшим резервуаром азота на Земле является диазот (N2) в атмосфере; однако он не биодоступен и перед ассимиляцией должен быть зафиксирован до нитрата (NO3-) или аммиака (NH3). Таким образом, наличие фиксированного азота часто ограничивает продуктивность экосистем1. Считается, что на ранней Земле фиксированный азот поступал в результате абиотических процессов, таких как окисление атмосферного N2 при молниях или минеральное восстановление N22,3. Однако фиксированное количество азота из этих источников было бы минимальным и конечным, и считается, что вместе эти особенности ограничивали продуктивность экосистемы в это время1. Сегодня примерно 50% всего фиксированного N образуется в результате биологического процесса фиксации N21,4, при котором N2 восстанавливается до NH3 под действием фермента нитрогеназы (диазотрофия), а оставшийся фиксированный N в основном генерируется посредством промышленного процесса Хабера-Боша.

На сегодняшний день описаны три различные формы нитрогеназы, которые различаются по (гетеро)металлам, содержащим активный центр каждого ферментного комплекса5. Сюда входят формы нитрогеназы, содержащие только молибден (Mo), ванадий (V) и железо (Fe)6,7. Мо-нитрогеназа (Nif) является таксономически наиболее широко распространенной и древнейшей формой нитрогеназы8,9 и, как минимум, состоит из структурных белков NifHDK и белков матуразы NifB(E)N10. Металлокластер активного центра Nif состоит из шести атомов железа (Fe) и девяти атомов серы (S), причем Fe симметрично координирует центральный атом углерода; металлокластер покрыт атомами Fe и Mo [7Fe-Mo-9S] (называемый кофактором FeMo10,11). Помимо кофактора(ов) FeMo, для Nif необходим сложный P-кластер, состоящий из восьми атомов Fe и семи атомов S [8Fe-7S]12. Кофактор FeMo находится внутри каждого структурного белка NifD, тогда как P-кластер находится на границе раздела каждого NifD и NifK, в конечном итоге образуя гетеротетрамер NifD2K213. Динитрогеназоредуктаза, NifH, модулирует АТФ-зависимый перенос электронов к NifD2K2 и содержит дополнительный кластер [4Fe-4S] для каждой из двух субъединиц NifH14,15. Таким образом, клетки, осуществляющие N2-фиксацию посредством Nif, имеют высокую потребность в Fe, S, Mo, АТФ и восстанавливающих эквивалентах.

Филогенетический анализ конкатенации белков NifHDK показывает, что самые ранние эволюционирующие линии Nif обнаруживаются в гидрогенотрофных метаногенах6,7,8,9,16,17. Эти наблюдения подтверждаются другими данными, показывающими, что NifHDK развился из серии дупликаций генов, кодирующих предка CfbCD8, белков, которые необходимы для синтеза кофактора F43018,19. Тот факт, что F430 (и гены, кодирующие CfbCD) обнаруживаются исключительно у архейных метаногенов (и архейных алканотрофов)20, является еще одним свидетельством, указывающим на происхождение Nif среди предков этих архей. Эти данные были использованы для предположения о происхождении Nif среди предка анаэробных метаногенов в середине палеопротерозоя ~1,8–2,1 миллиарда лет назад (Ga)6,9,17, хотя изотопные данные органического вещества сохранились в сланцах, датированные > 3 Ga предполагают еще более раннее происхождение21,22. Независимо от фактической даты своего происхождения, нитрогеназа интерпретируется как древний фермент, возникший в бескислородной среде на ранней Земле. Аноксическое происхождение этого фермента согласуется с чувствительностью металлических кластеров к кислороду, необходимой для функции Nif23. Затем Nif диверсифицировался среди анаэробов и лишь в конце своей эволюционной истории был приобретен посредством горизонтального переноса генов среди организмов, способных интегрировать кислород (O2) в свой энергетический метаболизм или способных производить O2 в случае цианобактерий. Расширение биологической продуктивности, связанное с распространением цианобактерий и производством O2, привело бы к увеличению спроса на существующие абиотические пулы фиксированного N24, что, возможно, послужило селективным давлением для разработки биологического механизма снижения атмосферного N2 и снятия ограничения N7,25.

2.4 Ga)26,27. This is due to the circulation of hydrothermal fluids through iron-rich mid-ocean basalts, which led to input of a greater amount of Fe(II) into anoxic ocean basin waters than sulfide (HS-)28. In the absence of oxygen, the excess Fe(II) would have been stable, and free Fe(II) concentrations are estimated to have ranged from 0.05 to 0.5 mM29. However, the proliferation of Cyanobacteria and the production of O2 during the late Archean drove the oxidative weathering of continental sulfide minerals that increased the flux of sulfate into oceans. When combined with increased productivity near ocean margins30,31, this would have stimulated heterotrophic sulfate reduction and HS- production. In turn, this led to stratified coastal oceans that were oxygenated at the surface and were euxinic (anoxic and HS--rich) at depth30,31,32. In contrast, deeper ocean waters and those more distal from continental margins remained ferruginous26, due to lower productivity in the overlying water column, decreased availability of sulfate and subsequent heterotrophic sulfate reduction, and hydrothermal input of Fe26,33,34. HS- has a high affinity for Fe(II), resulting in the formation of low-solubility iron-sulfide minerals, including pyrite (FeS2)35,36,37. As such, in euxinic environments, concentrations of HS- exceed that of Fe(II), resulting in the titration and precipitation of Fe(II) as FeS2. Under these conditions, excess HS- is also available to complex with other thiophilic metals (e.g., Mo, Co, Ni), potentially rendering them less bioavailable33,34,38./p>6 mM inhibits N2 fixation in stream sediments72. While this effect was attributed to the toxicity of HS- in cells responsible for N2 fixation, it is plausible that the added HS- influenced the availability of trace metals (e.g., Fe, Mo) required for N2-fixing cells62,73,74,75. A similar effect of HS- on metal availability in N2-fixing MmS2 cultures may explain the lower cell yields and increased expression of Mod genes observed in Fe(II)/HS--grown cells relative to those grown with FeS2. MoO42- is a thiophilic molecule that readily reacts with HS- to form soluble thiomolybdate (MoO4-nSn2-) species that can ultimately be incorporated in sulfide minerals, such as FeS271,76. Such thiolation reactions would be expected to occur under the sulfidic (2 mM) cultivation conditions typically used to culture methanogens77 and that were utilized herein for the Fe(II)/HS--grown cultures. These euxinic cultivation conditions potentially limited the availability of MoO42- such that it did not meet cellular demands./p>400 nM MoO42- was required for growth with an optimum of 4000 nM42. These values are much higher than those required of other N2-fixing organisms. For example, aerobic, N2-fixing cyanobacteria such as Anabaena variabilis81, as well as anaerobic N2-fixing purple sulfur bacteria (PSB) inhabiting the interface of oxic/euxinic waters and that serves as a modern analog of the productive continental margins of Proterozoic oceans82, can be supported by less than 10 nM MoO42-. Interestingly, maximum N2 fixation for the PSB was maximal above the chemocline where HS- was near zero82. Thus, it seems incongruous that methanogens would require 40-fold more MoO42- than these organisms, despite ancestors of methanogens likely being where Nif originated6,9./p>1000 nM MoO42- was provided (Fig. 4d). Strikingly, cells provided with FeS2 grew well under all Mo concentrations tested, including when 0 µM MoO42- was added (Fig. 4c). After this experiment, abiotic reactors containing media and FeS2 (no MoO42- added) were analyzed by ICP-MS and were determined to have background (contaminant) Mo ranging from 10 to 30 nM despite using ACS-grade chemicals and acid-washed glassware. Thus, Fe(II)/HS--grown N2-fixing cells required >500 nM MoO42- to achieve near-optimal growth rates and yields whereas FeS2-grown N2-fixing cells required <30 nM MoO42-./p>10-fold lower than previously reported for this strain42. Further, MmS2 cells can achieve optimal growth rates and yields at MoO42- concentrations that are at levels ~100-fold lower than previously reported42. Despite similar growth rates for the FeS2 conditions at different MoO42- concentrations, there was a positive trend in the cell yield with increasing MoO42- that indicates higher MoO42- concentrations are still beneficial to these cells (Fig. 4d). These findings are consistent with other studies that have shown N2 fixation at low Mo concentrations with cells grown under non-sulfidic conditions81,82. Notably, the low levels (10-30 nM) of MoO42- shown to support N2 fixation herein are similar to the inferred Mo concentrations of Proterozoic oceans83,84,85). Other studies investigating Mo requirements for other methanogen species fixing N2 found 1 to 10 µM MoO42- to be the optimal concentrations86,87. There is one other example of methanogens fixing N2 at low (<10 nM) MoO42- concentrations; Nishizawa et al. showed that isolates of Methanocaldococcus and Methanothermococcus from a hydrothermal vent could fix N2 with as low as 5 nM or 1 µM MoO42-, respectively59. This indicates that different methanogen species within the same hydrothermal environment (at different temperatures) can have very different Mo requirements. Importantly, these past experiments were all performed in the presence of >1 mM HS-, necessitating a re-evaluation of methanogens’, and other anaerobes’, ability to access MoO42- in the absence of high HS-. These data support the hypothesis that N2 fixation via Nif is more efficient in low HS- conditions where Mo is more bioavailable./p> ~3 × 107 cells per mL by centrifugation in 50 mL centrifuge tubes (Globe Scientific, Mahwah, NJ) for 30 min at 4696 x g at 4 °C. The supernatant was removed using a line and needle under low-vacuum and the cells were resuspended in 8 mL of basal medium and transferred to a 15 mL centrifuge tube (Globe Scientific)./p>

Предыдущий: Подрабатывающий переносчик молибдата Arabidopsis 2 семейства и GSH Следующий: Исследователи разрабатывают уникальный квантово-механический подход к определению пластичности металлов
Отправить запрос
Отправлять